جلد 17 -
جلد 17 - صفحات 403-392 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Akiya A, Elahi A, Jafari S, Chegane Lorestani R, Rostamian M, Javadirad E. Frequency of Plasmid-mediated Quinolone Resistance in Citrobacter Isolated From Urinary Tract Infection. Qom Univ Med Sci J 2023; 17 : 2784.2
URL: http://journal.muq.ac.ir/article-1-3623-fa.html
URL: http://journal.muq.ac.ir/article-1-3623-fa.html
اکیا علی‌شا، الهی اعظم، جعفری سمیه، چگنه لرستانی رؤیا، رستمیان مصیب، جوادی راد عترت. فراوانی ژن های مقاومت کینولونی وابسته به پلاسمید (PMQR)در سیتروباکترهای جدا شده از نمونه های ادرار بیماران مراجعه کننده به بیمارستان امام رضا شهر کرمانشاه در سال 1399. مجله دانشگاه علوم پزشکی قم. 1402; 17 () :392-403
علی‌شا اکیا1 
، اعظم الهی1 ، سمیه جعفری2 ، رؤیا چگنه لرستانی1 ، مصیب رستمیان1 ، عترت جوادی راد* 3
، اعظم الهی1 ، سمیه جعفری2 ، رؤیا چگنه لرستانی1 ، مصیب رستمیان1 ، عترت جوادی راد* 3
1- مرکز تحقیقات بیماریهای عفونی ،پژوهشکده سلامت، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران
2- واحد توسعه و تحقیقات بالینی بیمارستان امام رضا، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران.
3- گروه آسیب شناسی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران. ،pathologist84@yahoo.com
2- واحد توسعه و تحقیقات بالینی بیمارستان امام رضا، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران.
3- گروه آسیب شناسی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران. ،
واژه‌های کلیدی: سیتروباکتر، فلوروکینولون‌ها، پلاسمیدها
متن کامل [PDF 3946 kb]
(192 دریافت)
| چکیده (HTML) (385 مشاهده)
متن کامل: (214 مشاهده)
مقدمه
سیتروباکتر بهعنوان یک پاتوژن فرصت‌طلب و عامل عفونت‌های بیمارستانی شناخته شده است. گونه‌های مهم آن شامل سیتروباکتر فروندی، سیتروباکتر کوسری، سیتروباکتر امالانتیگوس، سیتروباکتر براکی و سیتروباکتر یانگی هستند [۱]. این گونه‌ها در محیط ازجمله خاک، فاضلاب‌ها و یا به‌صورت فلور نرمال در روده انسان و حیوانات وجود دارند. اما اهمیت این گونه‌ها در ایجاد عفونت‌های بیمارستانی با مقاومت بالا به آنتی‌بیوتیک‌هاست [2]. فلوروکینولون‌ها آنتی‌بیوتیک‌هایی هستند که فعالیت ضد‌میکروبی گسترده‌ای دارند. اما استفاده وسیع، سطح مقاومت به آن‌ها را به‌ویژه در باکتری‌های گرم منفی بالا برده است [3].
مقاومت به فلوروکینولون‌ها در انتروباکتریاسه عمدتاً درنتیجه موتاسیون در ژن‌های کروموزومی کد‌کننده DNA ژیراز و توپوایزومراز IV یا به‌وسیله پمپ‌های برون ریز رخ می‌دهد [4]. اما تحقیقات اخیر نشان داده که مقاومت به کینولون‌ها ممکن است به واسطه ژن‌های وابسته به پلاسمید نیز ایجاد شود. اولین ژن پلاسمیدی مقاومت به کینولون‌ها در سال ۱۹۹۸ در یک جدایه کلبسیلا پنومونیه در ایالات متحده گزارش شد. به‌تدریج تاکنون 3 گروه ژنی PMQR شامل qnr ،aac(6´)-Ib-cr و qepA شناسایی شده‌اند [5]. ژن‌های qnr پروتئین‌هایی از خانواده پنتا‌پپتیدهای تکراری را کد می‌کنند که از اتصال کینولون‌ها به DNA ژیراز و توپوایزومراز IV جلوگیری می‌کنند [5]. حداقل 3 خانواده از ژن‌های qnr شامل qnrA، qnrB و qnrS در گونه‌های انتروباکتریاسه در جهان گزارش شده است [6]. دومین گروه ژنی PMQR یک واریانت از ژن آمینوگلیکوزید استیل ترانسفراز (aac(6’)-Ib-cr) است که با اضافه کردن یک گروه استیل به تعدادی از فلورکینولون‌ها، ازجمله سیپروفلوکساسین و نورفلوکساسین فعالیت آن‌ها را کاهش می‌دهد [5]. سومین گروه پمپ ویژه برون‌ریز فلوروکینولون‌ها، qepA است که اخیراً گزارش شده و سبب افزایش حداقل غلظت مهارکننده (حداقل غلظت مهارکننده) فلوروکینولون‌های آب‌دوست می‌شود [5]. انتقال افقی پلاسمید‌هایی که ژن‌های PMQR را حمل می‌کنند و تجمع موتاسیون‌ها در ژن‌های کروموزومی نقش مهمی در افزایش مقاومت به کینولون‌ها دارند [6]. ژن‌های PMQR در جهان با شیوع متفاوت گزارش شده‌اند [7]. به‌طوری‌که در مطالعه‌ای در کره شیوع ژن‌های qnr در جدایه‌های سیتروباکتر ۴/۳۸ بود [8]. مطالعه دیگری در چین شیوع ژن‌های qnr و aac(6)-Ib-cr در جدایه‌های بالینی سیتروباکتر را به ترتیب ۸/۷۲ درصد و 6/11 درصد گزارش کرد [9] که بیانگر انتشار وسیع این ژن‌هاست.
هر‌چند وجود سیتروباکتر از ۶/۲۳ درصد نمونه‌های عفونت ادراری گزارش شده است [10]، سیتروباکتر در بسیاری مناطق، ازجمله ایران، کمتر بهعنوان یک پاتوژن فرصت‌طلب مورد بررسی قرار گرفته و درنتیجه اطلاعات کمی در‌مورد آن موجود است. باتوجه‌به اهمیت شیوع ژن‌های PMQR و ارتباط آن‌ها با مقاومت به فلوروکینولون‌ها، این ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ با هدف بررسی فراوانی این ژن‌ها در جدایه‌های سیتروباکتر و ارتباط آن‌ها با افزایش میزان مقاومت صورت گرفت.
مواد و روش‌ها
جمع‌آوری نمونه
در این مطالعه توصیفی ۵۱ جدایه سیتروباکتر از ۲۸۰ نمونه ادرار از بیماران بستری در بیمارستان امام رضا (ع) در سال 1399 جمع‌آوری شد. نمونه قسمت میانی جریان ادرار در ظرف‌های استریل جمع‌آوری شد و بر روی محیط‌های اختصاصی EMB و آگار خوندار (Merck ،Germany) با استفاده از لوپ ﻛﺎﻟﻴﺒﺮه (۰۱/ 0میلی‌لیتر) کشت داده شد و پلیت‌ها ۲۴ ساعت در انکوباتور ۳۷ درجه سانتی‌گراد قرار داده شدند. سپس تعداد کلنی‌ها شمارش شد و در‌صورتی‌که تعداد کلنی‌ها بیش از ۱۰۵ در هر میلی لیتر می‌بود عفونت ادراری مثبت تلقی می‌شد [11]. سپس جهت تشخیص جنس و گونه باکتری از کیت استاندارد API 20 (Biomerieux ،France) استفاده شد. سویه‌ها جهت آزمایشات بعدی در محیط TSB حاوی ۳۰ درصد گلیسرول، در منهای ۷۰ درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند.
سنجش حساسیت آنتی‌بیوتیکی جدایهها
تعیین ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ یا مقاومت جدایهها با استفاده از روش دیسک دیفیوژن (کربی بائر) روی محیط مولر هینتون آگار و براساس استاندارد CLSI استفاده شد [12]. از دیسک‌های آنتی‌بیوتیکی شرکت (England ،Merseyside) MAST شامل سفتریاکسون (۳۰ میکروگرم)، سفوتاکسیم (۳۰ میکروگرم)، سفپودوکسیم (۳۰ میکروگرم)، سفتازیدیم (۳۰ میکروگرم)، سفازولین (۳۰ میکروگرم)، کوتری موکسازول (۲۵ میکروگرم)، ارتاپنم (۱۰ میکروگرم)، مروپنم (۱۰ میکروگرم)، ایمی پنم (۱۰ میکروگرم)، توبرامایسین (۱۰ میکروگرم)، جنتامایسین (۲۰ میکروگرم)، تازوباکتام ـ پیپراسیلین (۱۱۰ میکروگرم)، آزترونام (۳۰ میکروگرم) و سیپروفلوکساسین (۵ میکروگرم) استفاده شد. در پایان نتایج براساس جداول استاندارد CLSI مورد بررسی قرار گرفت. سپس جهت تعیین غلظت ممانعت‌کنندگی از رشد جدایهها نسبت به سیپروفلوکساسین از روش میکرودایلوشن براث استفاده شد. ابتدا از کشت ۲۴ ساعته جدایهها روی محیط مولر هینتون آگار، رقتی معادل کدورت نیم مک فارلند تهیه و طبق دستور کار CLSI رقیق شد. به‌طوری‌که غلظت نهایی باکتری‌ها در هر چاهک میکروپلیت ۱۰۵ باکتری بود. غلظت‌های متفاوتی از ۰۶/۰ تا ۵۱۲ میکروگرم در هر میلی‌لیتر برای سیپروفلوکساسین تهیه شد. هر چاهک میکروپلیت حاوی حجم نهایی ۲۰۰ میکرولیتر شامل محیط کشت، آنتی‌بیوتیک و سوسپانسیون باکتری بود. محیط مولر هینتون براث (Merck ،Germany) به همراه باکتری و بدون سیپروفلوکساسین بهعنوان کنترل مثبت و همچنین محیط مولر هینتون براث به‌تنهایی و بدون باکتری بهعنوان کنترل منفی به کار رفت. پانل‌ها ۲۴ ساعت در ۳۷ درجه سانتی‌گراد انکوبه شدند. ﺟﻬﺖ ﻛﻨﺘﺮل کیفی آنتیﺑﻴﻮﮔﺮام از ﺳﻮﻳﻪﻫﺎی اﺳﺘﺎﻧﺪارد اﺷﺮشیا‌کلی ATCC 25922 استفاده شد. حداقل غلظت مهارکننده هر سویه باکتری کمترین غلظت آنتی‌بیوتیک در چاهکی که باکتری در آن رشد نکرده بود در نظر گرفته شد. بر اساس جداول CLSI، جدایه‌های دارای 4≥MIC ،MIC=2 و MIC≤1 برای سیپروفلوکساسین به ترتیب مقاوم، نیمه‌حساس و حساس بودند.
شناسایی ژن‌ها
تشخیص ژن‌های qnrA، qnrB، qnrS، aac(6´)-Ib-cr وqepA با پرایمرهای اختصاصی (سیناکلون، ایران) و به روش PCR انجام شد [13-15] (جدول شماره 1). جهت استخراج DNA از روش جوشانیدن استفاده شد. واکنش PCR در حجم نهایی ۲۵ میکرولیتر (۵/۱۲ میکرولیتر مسترمیکس شرکت سیناکلون، ۲ میکرولیتر از هر پرایمر و ۲ میکرولیتر DNA باکتری و بقیه آب مقطر استریل) در طی ۳۰ سیکل انجام شد، شامل مرحله اولیه باز شدن 2 رشته DNA به مدت ۵ دقیقه در دمای ۹۴ درجه سانتی‌گراد، مرحله باز شدن 2 رشته DNA، ۱ دقیقه در ۹۴ درجه سانتی‌گراد، مرحله اتصال پرایمرها ۱ دقیقه در ۵۵ درجه سانتی‌گراد برای ژن‌های qnrA و qepA، ۵۳ درجه سانتی‌گراد برای qnrB و qnrS و ۵۷ درجه سانتی‌گراد برای aac(6´)-Ib-cr. مرحله طویل شدن رشته هدف به مدت ۱ دقیقه در ۷۲ درجه سانتی گراد و مرحله طویل شدن نهایی به مدت ۵ دقیقه در ۷۲ درجه سانتی گراد انجام شد. واکنش PCR با استفاده از دستگاه ترموسایکلر (BioRad ،USA) انجام و و از جدایه‌های اشرشیاکلی حاوی ژن‌های qnrA،qnrB، qnrS و aac(6´)-Ib بهعنوان کنترل مثبت و از اشرشیاکلی ATCC25922 بهعنوان کنترل منفی استفاده شد. محصول PCR بر روی آگارز ۱ درصد الکتروفورز و با اتیدیوم بروماید رنگ‌آمیزی شد و در‌نهایت با دستگاه ژل داک (Gel-Documentation BioRad ،USA) بااستفاده از اشعه UV مورد بررسی قرار گرفت. سپس تعدادی از محصولات PCR تعیین توالی (Applied BiosystemABI3130, USA) شدند و نتیجه آن با استفاده از نرم‌افزار BLAST آنالیز شد.
هضم آنزیمی
برای تمایز ژن aac (6´)-Ib از واریانت cr-aac (6´)-Ib آن که در ارتباط با مقاومت به کینولون‌هاست، هضم آنزیمی انجام شد. محصول PCR برای ژن aac (6´)-Ib با آنزیم BtsCI هضم شد (Fermentase, England). در صورت برش آن به قطعات 272-bp و 210-bp، نشان‌دهنده aac (6´)-Ib، اما عدم برش نشان‌دهنده واریانت aac (6´)-Ib-cr بود.
تحلیل آماری
داده‌های حاصل از نتایج آزمایش‌های مختلف همراه مشخصات نمونه‌های مورد‌بررسی در یک فایل اکسل وارد شد. سپس با استفاده از نرم‌افزار SPSS نسخه 20 تجزیه‌و‌تحلیل شد. از تست‌های آماری کای دو و من‌ویتنی برای تحلیل یافته‌ها استفاده شد و مقادیر Pکمتر یا مساوی ۰۵/۰ معنا‌دار در نظر گرفته شدند.
یافته‌ها
از ۲۸۰ نمونه ادراری، ۵۱ جدایه (۲/۱۸ درصد) سیتروباکتر بودند که متعلق به ۳۱ زن (۸/۶۰ درصد) و ۲۰ (۲/۳۹ درصد) مرد بودند. میانگین سنی بیماران ۲۶±۶/۴۰ سال بود. حداکثر سن 8۷ سال و حداقل سن زیر یک سال بود. از‌نظر توزیع سنی بیماران مورد‌مطالعه، گروه سنی زیر ۲۰ سال، 16 نفر (4/31 درصد)؛ 21 تا 40 سال، ۱3 نفر (5/25 درصد) و گروه سنی بالای ۴۰ سال 22 نفر (1/43 درصد) بودند. از میان 51 جدایه سیتروباکتر، ۳۹ جدایه (۵/۷۶ درصد) سیتروباکتر فروندی، ۷ جدایه (۷/۱۳ درصد) سیتروباکتر کوسری و ۵ جدایه (۸/۹ درصد) سیتروباکتر براکی بودند. میزان مقاومت نسبت به سفازولین (۵/۷۴ درصد)، سیپروفلوکساسین (۲/۴۱ درصد) و کوتریموکسازول (۳/۳۵ درصد) بود. بیش از ۸۰ درصد جدایهها نسبت به کارباپنم‌ها، پیپراسیلین / تازوباکتام و جنتامایسین حساسیت نشان دادند (تصویر شماره ۱). به ترتیب ۲۱ جدایه (۲/۴۱ درصد)، ۱ جدایه (۹/۱ درصد) و ۲۹ جدایه (۹/۵۶ درصد) به ترتیب نسبت به سیپروفلوکساسین مقاوم، نیمه‌حساس و حساس بودند. همچنین میزان حداقل غلظت مهارکننده جدایهها برای سیپروفلوکساسین تعیین شد (تصویر شماره ۲). در بیشتر جدایهها میزان مقاومت به سیپروفلوکساسین بالا (64≤MIC میکروگرم در هر میلی‌لیتر) بود.
اندازه محصول PCR ژن‌های qnrA، qnrB، qnrS، aac(6’)-Ib و qepA به ترتیب ۵۱۶، ۴۶۹، ۴۱۷، ۴۸۲ و ۷۲۰ جفت باز بود (تصویر شماره 3). از میان ۵۱ جدایه‌های سیتروباکتر، ۲۲ جدایه (۲/۴۳ درصد) ژن‌های qnr داشتند که شامل qnrB در ۲۲ (۵/۴۱ درصد)، qnrS در ۳ (۹/۵ درصد) و qnrA در 1 جدایه (۹/۱ درصد) بودند. ۱۴ جدایه (۵/۲۷ درصد) دارای ژن aac (6´)-Ib و همگی واریانت cr بودند. ژن qepA در هیچ‌کدام از جدایهها یافت نشد. از‌نظر ارتباط بین ژن aac(6´)-Ib-cr و مقاومت به سیپروفلوکساسین، در جدایه‌های دارای این ژن، ۳/۶۴ درصد به سیپروفلوکساسین مقاوم بودند. درحالیکه در جدایه‌های فاقد این ژن، ۴/۳۲ درصد مقاوم بودند که از‌لحاظ آماری معنی‌دار بود (۰۳۹/P=۰). همچنین از‌لحاظ آماری بین حضور ژن qnrB و qnrS با مقاومت به سیپروفلوکساسین ارتباط مثبت و معناداری وجود داشت (جدول شماره ۲).
از میان ۲۵ جدایه دارای PMQR، ۱۲ (۴۸ درصد) جدایه دارای حداقل غلظت مهارکننده بالا (64≤MIC میکروگرم در هر میلی‌لیتر) برای سیپروفلوکساسین بودند. درحالیکه از ۲۶ جدایه فاقد ژن‌های PMQR، فقط ۳ جدایه (۵/۱۱ درصد) برای سیپروفلوکساسین دارای 64≤MIC بودند. آنالیز آماری داده‌های مذکور یک رابطه معنی‌دار بین افزایش حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین و ژن‌های PMQR را نشان داد (۰۲/۰P=). همچنین از‌لحاظ آماری، میانگین حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین در جدایه‌های دارای ژن‌های qnr، بالاتر از میانگین حداقل غلظت مهارکننده جدایه‌های فاقد ژن‌های qnr بود (۰۰1/P=۰). میانگین حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین در جدایه‌های دارای ژن aac(6´)-Ib-cr بالاتر از میانگین حداقل غلظت مهارکننده جدایه‌های فاقد ژن aac(6´)-Ib-cr بود (۰۰1/P=۰).
اختلاف قابل‌توجهی بین میزان حداقل غلظت مهارکننده جدایه‌های دارای یک ژن مقاومت PMQR با جدایه‌هایی که بیش از یک ژن داشتند وجود نداشت (جدول شماره ۳). اگرچه بیشتر جدایه‌های دارای ژن‌های PMQR نسبت به سیپروفلوکساسین مقاوم بودند و میزان حداقل غلظت مهارکننده آن‌ها نسبت به این آنتی‌بیوتیک بالا بود. اما این ژن‌ها در جدایه‌های حساس به سیپروفلوکساسین نیز وجود داشتند.
بحث
گونه‌های سیتروباکتر از عوامل فرصت‌طلب عفونت‌های سیستم ادراری و تنفسی بیمارستانی هستند [16]. کلونیزاسیون و عفونت مجاری ادراری به‌وسیله سیتروباکتر معمول‌ترین نوع عفونت با این پاتوژن فرصت‌طلب است [۱7]. در مطالعه‌ای شیوع عفونت ادراری توسط گونه‌های سیتروباکتر در ۵ تا ۱۲ درصد گزارش شده است [18]. طبق گزارشات قبلی سیتروباکتر بعد از اشرشیاکلی و کلبسیلا سومین پاتوژن مهم عامل ادراری است [19، 20]. یکی از مشکلات درمان عفونت با این باکتری مقاومت بالای آنتی‌بیوتیکی است. به‌طوری‌که در مطالعه ما درصد بالایی از جدایه‌های سیتروباکتر که اکثریت آن‌ها گونه فروندی بودند، نسبت به کوتریموکسازول، بتالاکتام‌ها و سیپروفلوکساسین مقاومت نشان دادند که با نتایج مطالعات دیگر سازگاری دارد [21، 22]. افزایش مقاومت به فلوروکینولون‌ها با گسترش ژن‌های PMQR با قابلیت انتقال افقی آن‌ها در باکتری‌های خانواده انتروباکتریاسه مرتبط است [23]. هر‌چند شیوع ژن‌های qnr، به‌خصوص qnrB در جدایه‌های انتروباکتریاسه در کشورهای آسیایی بررسی شده است [9]، اما تعداد کمی از مطالعات فراوانی این ژن را در سیتروباکتر بررسی کرده‌اند. این موضوع می‌‌تواند ناشی از کم‌اهمیت دانستن و درنتیجه جداسازی اندک گونه‌های سیتروباکتر باشد. در مطالعه ما qnrB شایع‌ترین ژن در بین جدایهها بود که با نتایج مطالعات دیگر سازگاری دارد. ازجمله در 2 مطالعه در چین روی ۱۲۲ جدایه بالینی سیتروباکتر و ۲۶۵ جدایه انتروباکتریاسه شیوع ژن qnrB در جدایه‌های سیتروباکتر به ترتیب ۸/۵۹ و ۴۰ درصد گزارش شده است [9، 24]. همچنین در مطالعه‌ای در کره شیوع ژن qnrB در سیتروباکتر را ۹/۶۷ درصد گزارش کرده‌اند [8]. در مطالعه‌ای در آمریکا بر روی 590 جدایه انتروباکتریاسه، 25 درصد از جدایهها دارای ژن qnrB بودند [25]. در تمامی مطالعات مذکور ژن qnrB بالاترین شیوع را داشته است که با نتایج مطالعه ما مشابه است. به نظر می‌رسد که ژن qnrB در نقاط مختلف جهان گسترش بالایی دارد. میزان ژن qnrS در مطالعه ما پایین بود که با نتایج دیگر مطالعات در چین و فرانسه که فراوانی این ژن را به ترتیب ۹/۱ و ۵/۲ درصد گزارش کردند تطابق دارد [26، 9]. در گزارشاتی از چین میزان شیوع qnrA در جدایه‌های سیتروباکتر ۲/۸ درصد و ۲۰ درصد، همچنین در مطالعه‌ای در مراکش روی جدایه‌های انتروباکتریاسه ۲/۱۰ درصد گزارش شده است [9، 24، 26]. فراوانی ژن aac(6´)-Ib-cr در مطالعه‌ای در چین در جدایه‌های سیتروباکتر 7/26 درصد گزارش شده است [24]. در مطالعه ما ژن qepA در هیچ‌کدام از جدایهها یافت نشد که تا حدی مورد انتظار بود. چون در پژوهش‌های دیگر هم فراوانی این ژن صفر گزارش شده است [27، 28].
در مطالعه ما بررسی آماری، ارتباط ژن‌های PMQR با مقاومت جدایهها به سیپروفلوکساسین را نشان داد و در جدایه‌های با حداقل غلظت مهارکننده بالاتر (۶۴MIC≥) شیوع بیش‌تری داشتند. هر چند بین حضور این ژن‌ها با افزایش حداقل غلظت مهارکننده ارتباط معناداری وجود داشت، اما این ژن‌ها توزیع گسترده‌ای در میان جدایه‌های سیتروباکتر داشت. حتی در جدایه‌های حساس به سیپروفلوکساسین نیز مشاهده شدند [9، 29]. در گزارش دیگری جدایه‌هایی که دارای ژن‌های PMQR بودند بعد از اینکه در برابر فلوروکینولون‌ها قرار گرفتند، افزایش مقاومت در آن‌ها مشاهده شد. بنابراین درمان عفونت‌های ایجاد‌شده توسط جدایه‌های دارای ژن‌های PMQR با فلوروکینولون‌ها ممکن است سبب افزایش مقاومت و شکست درمان شود [30].
نتیجه‌گیری
نتایج این مطالعه بیانگر اهمیت سیتروباکتر فروندی در ایجاد عفونت ادراری در بیماران بستری و میزان مقاومت بالای آن نسبت به سیپروفلوکساسین است. ژن‌های PMQR فراوانی بالایی در جدایهها دارند و همچنین ژن‌های qnrS و qnrB تأثیر معناداری در افزایش میزان حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین نشان دادند. بنابراین برای استفاده مناسب از فلوروکینولون‌ها در درﻣﺎن ﻋﻔﻮﻧﺖ ادراری سیتروباکتر باید سنجش حساسیت باکتری صورت گیرد.
ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
این مقاله با کد اخلاق (KUMS.REC.1395.241) به تایید کمیته اخلاق دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه رسیده است.
حامی مالی
معاونت تحقیقات و فناوری دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه حامی این پژوهش بوده است.
مشارکت نویسندگان
تمام نویسندگان در طراحی، اجرا و نگارش همه بخش‌های پژوهش حاضر مشارکت داشته‌اند.
تعارض منافع
بنابر اظهار نویسندگان، این مقاله تعارض منافع ندارد.
تشکر و قدردانی
نویسندگان از واحد توسعه تحقیقات بالینی بیمارستان امام رضا (ع)، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه و تمام افراد شرکت کننده، تشکر و قدردانی می‌کنند.
سیتروباکتر بهعنوان یک پاتوژن فرصت‌طلب و عامل عفونت‌های بیمارستانی شناخته شده است. گونه‌های مهم آن شامل سیتروباکتر فروندی، سیتروباکتر کوسری، سیتروباکتر امالانتیگوس، سیتروباکتر براکی و سیتروباکتر یانگی هستند [۱]. این گونه‌ها در محیط ازجمله خاک، فاضلاب‌ها و یا به‌صورت فلور نرمال در روده انسان و حیوانات وجود دارند. اما اهمیت این گونه‌ها در ایجاد عفونت‌های بیمارستانی با مقاومت بالا به آنتی‌بیوتیک‌هاست [2]. فلوروکینولون‌ها آنتی‌بیوتیک‌هایی هستند که فعالیت ضد‌میکروبی گسترده‌ای دارند. اما استفاده وسیع، سطح مقاومت به آن‌ها را به‌ویژه در باکتری‌های گرم منفی بالا برده است [3].
مقاومت به فلوروکینولون‌ها در انتروباکتریاسه عمدتاً درنتیجه موتاسیون در ژن‌های کروموزومی کد‌کننده DNA ژیراز و توپوایزومراز IV یا به‌وسیله پمپ‌های برون ریز رخ می‌دهد [4]. اما تحقیقات اخیر نشان داده که مقاومت به کینولون‌ها ممکن است به واسطه ژن‌های وابسته به پلاسمید نیز ایجاد شود. اولین ژن پلاسمیدی مقاومت به کینولون‌ها در سال ۱۹۹۸ در یک جدایه کلبسیلا پنومونیه در ایالات متحده گزارش شد. به‌تدریج تاکنون 3 گروه ژنی PMQR شامل qnr ،aac(6´)-Ib-cr و qepA شناسایی شده‌اند [5]. ژن‌های qnr پروتئین‌هایی از خانواده پنتا‌پپتیدهای تکراری را کد می‌کنند که از اتصال کینولون‌ها به DNA ژیراز و توپوایزومراز IV جلوگیری می‌کنند [5]. حداقل 3 خانواده از ژن‌های qnr شامل qnrA، qnrB و qnrS در گونه‌های انتروباکتریاسه در جهان گزارش شده است [6]. دومین گروه ژنی PMQR یک واریانت از ژن آمینوگلیکوزید استیل ترانسفراز (aac(6’)-Ib-cr) است که با اضافه کردن یک گروه استیل به تعدادی از فلورکینولون‌ها، ازجمله سیپروفلوکساسین و نورفلوکساسین فعالیت آن‌ها را کاهش می‌دهد [5]. سومین گروه پمپ ویژه برون‌ریز فلوروکینولون‌ها، qepA است که اخیراً گزارش شده و سبب افزایش حداقل غلظت مهارکننده (حداقل غلظت مهارکننده) فلوروکینولون‌های آب‌دوست می‌شود [5]. انتقال افقی پلاسمید‌هایی که ژن‌های PMQR را حمل می‌کنند و تجمع موتاسیون‌ها در ژن‌های کروموزومی نقش مهمی در افزایش مقاومت به کینولون‌ها دارند [6]. ژن‌های PMQR در جهان با شیوع متفاوت گزارش شده‌اند [7]. به‌طوری‌که در مطالعه‌ای در کره شیوع ژن‌های qnr در جدایه‌های سیتروباکتر ۴/۳۸ بود [8]. مطالعه دیگری در چین شیوع ژن‌های qnr و aac(6)-Ib-cr در جدایه‌های بالینی سیتروباکتر را به ترتیب ۸/۷۲ درصد و 6/11 درصد گزارش کرد [9] که بیانگر انتشار وسیع این ژن‌هاست.
هر‌چند وجود سیتروباکتر از ۶/۲۳ درصد نمونه‌های عفونت ادراری گزارش شده است [10]، سیتروباکتر در بسیاری مناطق، ازجمله ایران، کمتر بهعنوان یک پاتوژن فرصت‌طلب مورد بررسی قرار گرفته و درنتیجه اطلاعات کمی در‌مورد آن موجود است. باتوجه‌به اهمیت شیوع ژن‌های PMQR و ارتباط آن‌ها با مقاومت به فلوروکینولون‌ها، این ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ با هدف بررسی فراوانی این ژن‌ها در جدایه‌های سیتروباکتر و ارتباط آن‌ها با افزایش میزان مقاومت صورت گرفت.
مواد و روش‌ها
جمع‌آوری نمونه
در این مطالعه توصیفی ۵۱ جدایه سیتروباکتر از ۲۸۰ نمونه ادرار از بیماران بستری در بیمارستان امام رضا (ع) در سال 1399 جمع‌آوری شد. نمونه قسمت میانی جریان ادرار در ظرف‌های استریل جمع‌آوری شد و بر روی محیط‌های اختصاصی EMB و آگار خوندار (Merck ،Germany) با استفاده از لوپ ﻛﺎﻟﻴﺒﺮه (۰۱/ 0میلی‌لیتر) کشت داده شد و پلیت‌ها ۲۴ ساعت در انکوباتور ۳۷ درجه سانتی‌گراد قرار داده شدند. سپس تعداد کلنی‌ها شمارش شد و در‌صورتی‌که تعداد کلنی‌ها بیش از ۱۰۵ در هر میلی لیتر می‌بود عفونت ادراری مثبت تلقی می‌شد [11]. سپس جهت تشخیص جنس و گونه باکتری از کیت استاندارد API 20 (Biomerieux ،France) استفاده شد. سویه‌ها جهت آزمایشات بعدی در محیط TSB حاوی ۳۰ درصد گلیسرول، در منهای ۷۰ درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند.
سنجش حساسیت آنتی‌بیوتیکی جدایهها
تعیین ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ یا مقاومت جدایهها با استفاده از روش دیسک دیفیوژن (کربی بائر) روی محیط مولر هینتون آگار و براساس استاندارد CLSI استفاده شد [12]. از دیسک‌های آنتی‌بیوتیکی شرکت (England ،Merseyside) MAST شامل سفتریاکسون (۳۰ میکروگرم)، سفوتاکسیم (۳۰ میکروگرم)، سفپودوکسیم (۳۰ میکروگرم)، سفتازیدیم (۳۰ میکروگرم)، سفازولین (۳۰ میکروگرم)، کوتری موکسازول (۲۵ میکروگرم)، ارتاپنم (۱۰ میکروگرم)، مروپنم (۱۰ میکروگرم)، ایمی پنم (۱۰ میکروگرم)، توبرامایسین (۱۰ میکروگرم)، جنتامایسین (۲۰ میکروگرم)، تازوباکتام ـ پیپراسیلین (۱۱۰ میکروگرم)، آزترونام (۳۰ میکروگرم) و سیپروفلوکساسین (۵ میکروگرم) استفاده شد. در پایان نتایج براساس جداول استاندارد CLSI مورد بررسی قرار گرفت. سپس جهت تعیین غلظت ممانعت‌کنندگی از رشد جدایهها نسبت به سیپروفلوکساسین از روش میکرودایلوشن براث استفاده شد. ابتدا از کشت ۲۴ ساعته جدایهها روی محیط مولر هینتون آگار، رقتی معادل کدورت نیم مک فارلند تهیه و طبق دستور کار CLSI رقیق شد. به‌طوری‌که غلظت نهایی باکتری‌ها در هر چاهک میکروپلیت ۱۰۵ باکتری بود. غلظت‌های متفاوتی از ۰۶/۰ تا ۵۱۲ میکروگرم در هر میلی‌لیتر برای سیپروفلوکساسین تهیه شد. هر چاهک میکروپلیت حاوی حجم نهایی ۲۰۰ میکرولیتر شامل محیط کشت، آنتی‌بیوتیک و سوسپانسیون باکتری بود. محیط مولر هینتون براث (Merck ،Germany) به همراه باکتری و بدون سیپروفلوکساسین بهعنوان کنترل مثبت و همچنین محیط مولر هینتون براث به‌تنهایی و بدون باکتری بهعنوان کنترل منفی به کار رفت. پانل‌ها ۲۴ ساعت در ۳۷ درجه سانتی‌گراد انکوبه شدند. ﺟﻬﺖ ﻛﻨﺘﺮل کیفی آنتیﺑﻴﻮﮔﺮام از ﺳﻮﻳﻪﻫﺎی اﺳﺘﺎﻧﺪارد اﺷﺮشیا‌کلی ATCC 25922 استفاده شد. حداقل غلظت مهارکننده هر سویه باکتری کمترین غلظت آنتی‌بیوتیک در چاهکی که باکتری در آن رشد نکرده بود در نظر گرفته شد. بر اساس جداول CLSI، جدایه‌های دارای 4≥MIC ،MIC=2 و MIC≤1 برای سیپروفلوکساسین به ترتیب مقاوم، نیمه‌حساس و حساس بودند.
شناسایی ژن‌ها
تشخیص ژن‌های qnrA، qnrB، qnrS، aac(6´)-Ib-cr وqepA با پرایمرهای اختصاصی (سیناکلون، ایران) و به روش PCR انجام شد [13-15] (جدول شماره 1). جهت استخراج DNA از روش جوشانیدن استفاده شد. واکنش PCR در حجم نهایی ۲۵ میکرولیتر (۵/۱۲ میکرولیتر مسترمیکس شرکت سیناکلون، ۲ میکرولیتر از هر پرایمر و ۲ میکرولیتر DNA باکتری و بقیه آب مقطر استریل) در طی ۳۰ سیکل انجام شد، شامل مرحله اولیه باز شدن 2 رشته DNA به مدت ۵ دقیقه در دمای ۹۴ درجه سانتی‌گراد، مرحله باز شدن 2 رشته DNA، ۱ دقیقه در ۹۴ درجه سانتی‌گراد، مرحله اتصال پرایمرها ۱ دقیقه در ۵۵ درجه سانتی‌گراد برای ژن‌های qnrA و qepA، ۵۳ درجه سانتی‌گراد برای qnrB و qnrS و ۵۷ درجه سانتی‌گراد برای aac(6´)-Ib-cr. مرحله طویل شدن رشته هدف به مدت ۱ دقیقه در ۷۲ درجه سانتی گراد و مرحله طویل شدن نهایی به مدت ۵ دقیقه در ۷۲ درجه سانتی گراد انجام شد. واکنش PCR با استفاده از دستگاه ترموسایکلر (BioRad ،USA) انجام و و از جدایه‌های اشرشیاکلی حاوی ژن‌های qnrA،qnrB، qnrS و aac(6´)-Ib بهعنوان کنترل مثبت و از اشرشیاکلی ATCC25922 بهعنوان کنترل منفی استفاده شد. محصول PCR بر روی آگارز ۱ درصد الکتروفورز و با اتیدیوم بروماید رنگ‌آمیزی شد و در‌نهایت با دستگاه ژل داک (Gel-Documentation BioRad ،USA) بااستفاده از اشعه UV مورد بررسی قرار گرفت. سپس تعدادی از محصولات PCR تعیین توالی (Applied BiosystemABI3130, USA) شدند و نتیجه آن با استفاده از نرم‌افزار BLAST آنالیز شد.
هضم آنزیمی
برای تمایز ژن aac (6´)-Ib از واریانت cr-aac (6´)-Ib آن که در ارتباط با مقاومت به کینولون‌هاست، هضم آنزیمی انجام شد. محصول PCR برای ژن aac (6´)-Ib با آنزیم BtsCI هضم شد (Fermentase, England). در صورت برش آن به قطعات 272-bp و 210-bp، نشان‌دهنده aac (6´)-Ib، اما عدم برش نشان‌دهنده واریانت aac (6´)-Ib-cr بود.
تحلیل آماری
داده‌های حاصل از نتایج آزمایش‌های مختلف همراه مشخصات نمونه‌های مورد‌بررسی در یک فایل اکسل وارد شد. سپس با استفاده از نرم‌افزار SPSS نسخه 20 تجزیه‌و‌تحلیل شد. از تست‌های آماری کای دو و من‌ویتنی برای تحلیل یافته‌ها استفاده شد و مقادیر Pکمتر یا مساوی ۰۵/۰ معنا‌دار در نظر گرفته شدند.
یافته‌ها
از ۲۸۰ نمونه ادراری، ۵۱ جدایه (۲/۱۸ درصد) سیتروباکتر بودند که متعلق به ۳۱ زن (۸/۶۰ درصد) و ۲۰ (۲/۳۹ درصد) مرد بودند. میانگین سنی بیماران ۲۶±۶/۴۰ سال بود. حداکثر سن 8۷ سال و حداقل سن زیر یک سال بود. از‌نظر توزیع سنی بیماران مورد‌مطالعه، گروه سنی زیر ۲۰ سال، 16 نفر (4/31 درصد)؛ 21 تا 40 سال، ۱3 نفر (5/25 درصد) و گروه سنی بالای ۴۰ سال 22 نفر (1/43 درصد) بودند. از میان 51 جدایه سیتروباکتر، ۳۹ جدایه (۵/۷۶ درصد) سیتروباکتر فروندی، ۷ جدایه (۷/۱۳ درصد) سیتروباکتر کوسری و ۵ جدایه (۸/۹ درصد) سیتروباکتر براکی بودند. میزان مقاومت نسبت به سفازولین (۵/۷۴ درصد)، سیپروفلوکساسین (۲/۴۱ درصد) و کوتریموکسازول (۳/۳۵ درصد) بود. بیش از ۸۰ درصد جدایهها نسبت به کارباپنم‌ها، پیپراسیلین / تازوباکتام و جنتامایسین حساسیت نشان دادند (تصویر شماره ۱). به ترتیب ۲۱ جدایه (۲/۴۱ درصد)، ۱ جدایه (۹/۱ درصد) و ۲۹ جدایه (۹/۵۶ درصد) به ترتیب نسبت به سیپروفلوکساسین مقاوم، نیمه‌حساس و حساس بودند. همچنین میزان حداقل غلظت مهارکننده جدایهها برای سیپروفلوکساسین تعیین شد (تصویر شماره ۲). در بیشتر جدایهها میزان مقاومت به سیپروفلوکساسین بالا (64≤MIC میکروگرم در هر میلی‌لیتر) بود.
اندازه محصول PCR ژن‌های qnrA، qnrB، qnrS، aac(6’)-Ib و qepA به ترتیب ۵۱۶، ۴۶۹، ۴۱۷، ۴۸۲ و ۷۲۰ جفت باز بود (تصویر شماره 3). از میان ۵۱ جدایه‌های سیتروباکتر، ۲۲ جدایه (۲/۴۳ درصد) ژن‌های qnr داشتند که شامل qnrB در ۲۲ (۵/۴۱ درصد)، qnrS در ۳ (۹/۵ درصد) و qnrA در 1 جدایه (۹/۱ درصد) بودند. ۱۴ جدایه (۵/۲۷ درصد) دارای ژن aac (6´)-Ib و همگی واریانت cr بودند. ژن qepA در هیچ‌کدام از جدایهها یافت نشد. از‌نظر ارتباط بین ژن aac(6´)-Ib-cr و مقاومت به سیپروفلوکساسین، در جدایه‌های دارای این ژن، ۳/۶۴ درصد به سیپروفلوکساسین مقاوم بودند. درحالیکه در جدایه‌های فاقد این ژن، ۴/۳۲ درصد مقاوم بودند که از‌لحاظ آماری معنی‌دار بود (۰۳۹/P=۰). همچنین از‌لحاظ آماری بین حضور ژن qnrB و qnrS با مقاومت به سیپروفلوکساسین ارتباط مثبت و معناداری وجود داشت (جدول شماره ۲).
از میان ۲۵ جدایه دارای PMQR، ۱۲ (۴۸ درصد) جدایه دارای حداقل غلظت مهارکننده بالا (64≤MIC میکروگرم در هر میلی‌لیتر) برای سیپروفلوکساسین بودند. درحالیکه از ۲۶ جدایه فاقد ژن‌های PMQR، فقط ۳ جدایه (۵/۱۱ درصد) برای سیپروفلوکساسین دارای 64≤MIC بودند. آنالیز آماری داده‌های مذکور یک رابطه معنی‌دار بین افزایش حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین و ژن‌های PMQR را نشان داد (۰۲/۰P=). همچنین از‌لحاظ آماری، میانگین حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین در جدایه‌های دارای ژن‌های qnr، بالاتر از میانگین حداقل غلظت مهارکننده جدایه‌های فاقد ژن‌های qnr بود (۰۰1/P=۰). میانگین حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین در جدایه‌های دارای ژن aac(6´)-Ib-cr بالاتر از میانگین حداقل غلظت مهارکننده جدایه‌های فاقد ژن aac(6´)-Ib-cr بود (۰۰1/P=۰).
اختلاف قابل‌توجهی بین میزان حداقل غلظت مهارکننده جدایه‌های دارای یک ژن مقاومت PMQR با جدایه‌هایی که بیش از یک ژن داشتند وجود نداشت (جدول شماره ۳). اگرچه بیشتر جدایه‌های دارای ژن‌های PMQR نسبت به سیپروفلوکساسین مقاوم بودند و میزان حداقل غلظت مهارکننده آن‌ها نسبت به این آنتی‌بیوتیک بالا بود. اما این ژن‌ها در جدایه‌های حساس به سیپروفلوکساسین نیز وجود داشتند.
بحث
گونه‌های سیتروباکتر از عوامل فرصت‌طلب عفونت‌های سیستم ادراری و تنفسی بیمارستانی هستند [16]. کلونیزاسیون و عفونت مجاری ادراری به‌وسیله سیتروباکتر معمول‌ترین نوع عفونت با این پاتوژن فرصت‌طلب است [۱7]. در مطالعه‌ای شیوع عفونت ادراری توسط گونه‌های سیتروباکتر در ۵ تا ۱۲ درصد گزارش شده است [18]. طبق گزارشات قبلی سیتروباکتر بعد از اشرشیاکلی و کلبسیلا سومین پاتوژن مهم عامل ادراری است [19، 20]. یکی از مشکلات درمان عفونت با این باکتری مقاومت بالای آنتی‌بیوتیکی است. به‌طوری‌که در مطالعه ما درصد بالایی از جدایه‌های سیتروباکتر که اکثریت آن‌ها گونه فروندی بودند، نسبت به کوتریموکسازول، بتالاکتام‌ها و سیپروفلوکساسین مقاومت نشان دادند که با نتایج مطالعات دیگر سازگاری دارد [21، 22]. افزایش مقاومت به فلوروکینولون‌ها با گسترش ژن‌های PMQR با قابلیت انتقال افقی آن‌ها در باکتری‌های خانواده انتروباکتریاسه مرتبط است [23]. هر‌چند شیوع ژن‌های qnr، به‌خصوص qnrB در جدایه‌های انتروباکتریاسه در کشورهای آسیایی بررسی شده است [9]، اما تعداد کمی از مطالعات فراوانی این ژن را در سیتروباکتر بررسی کرده‌اند. این موضوع می‌‌تواند ناشی از کم‌اهمیت دانستن و درنتیجه جداسازی اندک گونه‌های سیتروباکتر باشد. در مطالعه ما qnrB شایع‌ترین ژن در بین جدایهها بود که با نتایج مطالعات دیگر سازگاری دارد. ازجمله در 2 مطالعه در چین روی ۱۲۲ جدایه بالینی سیتروباکتر و ۲۶۵ جدایه انتروباکتریاسه شیوع ژن qnrB در جدایه‌های سیتروباکتر به ترتیب ۸/۵۹ و ۴۰ درصد گزارش شده است [9، 24]. همچنین در مطالعه‌ای در کره شیوع ژن qnrB در سیتروباکتر را ۹/۶۷ درصد گزارش کرده‌اند [8]. در مطالعه‌ای در آمریکا بر روی 590 جدایه انتروباکتریاسه، 25 درصد از جدایهها دارای ژن qnrB بودند [25]. در تمامی مطالعات مذکور ژن qnrB بالاترین شیوع را داشته است که با نتایج مطالعه ما مشابه است. به نظر می‌رسد که ژن qnrB در نقاط مختلف جهان گسترش بالایی دارد. میزان ژن qnrS در مطالعه ما پایین بود که با نتایج دیگر مطالعات در چین و فرانسه که فراوانی این ژن را به ترتیب ۹/۱ و ۵/۲ درصد گزارش کردند تطابق دارد [26، 9]. در گزارشاتی از چین میزان شیوع qnrA در جدایه‌های سیتروباکتر ۲/۸ درصد و ۲۰ درصد، همچنین در مطالعه‌ای در مراکش روی جدایه‌های انتروباکتریاسه ۲/۱۰ درصد گزارش شده است [9، 24، 26]. فراوانی ژن aac(6´)-Ib-cr در مطالعه‌ای در چین در جدایه‌های سیتروباکتر 7/26 درصد گزارش شده است [24]. در مطالعه ما ژن qepA در هیچ‌کدام از جدایهها یافت نشد که تا حدی مورد انتظار بود. چون در پژوهش‌های دیگر هم فراوانی این ژن صفر گزارش شده است [27، 28].
در مطالعه ما بررسی آماری، ارتباط ژن‌های PMQR با مقاومت جدایهها به سیپروفلوکساسین را نشان داد و در جدایه‌های با حداقل غلظت مهارکننده بالاتر (۶۴MIC≥) شیوع بیش‌تری داشتند. هر چند بین حضور این ژن‌ها با افزایش حداقل غلظت مهارکننده ارتباط معناداری وجود داشت، اما این ژن‌ها توزیع گسترده‌ای در میان جدایه‌های سیتروباکتر داشت. حتی در جدایه‌های حساس به سیپروفلوکساسین نیز مشاهده شدند [9، 29]. در گزارش دیگری جدایه‌هایی که دارای ژن‌های PMQR بودند بعد از اینکه در برابر فلوروکینولون‌ها قرار گرفتند، افزایش مقاومت در آن‌ها مشاهده شد. بنابراین درمان عفونت‌های ایجاد‌شده توسط جدایه‌های دارای ژن‌های PMQR با فلوروکینولون‌ها ممکن است سبب افزایش مقاومت و شکست درمان شود [30].
نتیجه‌گیری
نتایج این مطالعه بیانگر اهمیت سیتروباکتر فروندی در ایجاد عفونت ادراری در بیماران بستری و میزان مقاومت بالای آن نسبت به سیپروفلوکساسین است. ژن‌های PMQR فراوانی بالایی در جدایهها دارند و همچنین ژن‌های qnrS و qnrB تأثیر معناداری در افزایش میزان حداقل غلظت مهارکننده سیپروفلوکساسین نشان دادند. بنابراین برای استفاده مناسب از فلوروکینولون‌ها در درﻣﺎن ﻋﻔﻮﻧﺖ ادراری سیتروباکتر باید سنجش حساسیت باکتری صورت گیرد.
ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
این مقاله با کد اخلاق (KUMS.REC.1395.241) به تایید کمیته اخلاق دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه رسیده است.
حامی مالی
معاونت تحقیقات و فناوری دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه حامی این پژوهش بوده است.
مشارکت نویسندگان
تمام نویسندگان در طراحی، اجرا و نگارش همه بخش‌های پژوهش حاضر مشارکت داشته‌اند.
تعارض منافع
بنابر اظهار نویسندگان، این مقاله تعارض منافع ندارد.
تشکر و قدردانی
نویسندگان از واحد توسعه تحقیقات بالینی بیمارستان امام رضا (ع)، دانشگاه علوم‌پزشکی کرمانشاه و تمام افراد شرکت کننده، تشکر و قدردانی می‌کنند.
نوع مطالعه: مقاله پژوهشي |
موضوع مقاله:
میکروب شناسی
دریافت: 1401/9/16 | پذیرش: 1402/2/19 | انتشار: 1402/5/10
دریافت: 1401/9/16 | پذیرش: 1402/2/19 | انتشار: 1402/5/10
فهرست منابع
1. ones ME, Avison MB, Damdinsuren E, MacGowan AP, Bennett PM. Heterogeneity at the beta-lactamase structural gene ampC amongst Citrobacter spp. assessed by polymerase chain reaction analysis: Potential for typing at a molecular level. J Med Microbiol. 1994; 41(3):209-14. [DOI:10.1099/00222615-41-3-209] [PMID] [DOI:10.1099/00222615-41-3-209]
2. Akya A, Jafari S, Ahmadi K, Elahi A. [The frequency of carbapenemase genes in citrobacter Frundii and citrobacter Koseri isolated from clinical specimens in Imam Reza Hospital, Kermanshah, Iran (Persian)]. J Kerman Univ Med Sci. 2015; 22(5):629-38. [Link]
3. Richter SN, Frasson I, Bergo C, Manganelli R, Cavallaro A, Palù G. Characterisation of qnr plasmid-mediated quinolone resistance in Enterobacteriaceae from Italy: Association of the qnrB19 allele with the integron element ISCR1 in Escherichia coli. Int J Antimicrob Agents. 2010; 35(6):578-83.[DOI:10.1016/j.ijantimicag.2010.02.015] [PMID] [DOI:10.1016/j.ijantimicag.2010.02.015]
4. Ruiz J. Mechanisms of resistance to quinolones: Target alterations, decreased accumulation and DNA gyrase protection. J Antimicrob Chemother. 2003; 51(5):1109-17. [DOI:10.1093/jac/dkg222] [PMID] [DOI:10.1093/jac/dkg222]
5. Rodríguez-Martínez JM, Cano ME, Velasco C, Martínez-Martínez L, Pascual A. Plasmid-mediated quinolone resistance: an update. J Infect Chemother. 2011; 17(2):149-82. [DOI:10.1007/s10156-010-0120-2] [PMID] [DOI:10.1007/s10156-010-0120-2]
6. Firoozeh F, Zibaei M, Soleimani-Asl Y. Detection of plasmid-mediated qnr genes among the quinolone-resistant Escherichia coli isolates in Iran. J Infect Dev Ctries. 2014; 8(7):818-22.[DOI:10.3855/jidc.3746] [PMID] [DOI:10.3855/jidc.3746]
7. Martínez-Martínez L, Eliecer Cano M, Manuel Rodríguez-Martínez J, Calvo J, Pascual A. Plasmid-mediated quinolone resistance. Expert Rev Anti Infect Ther. 2008; 6(5):685-711.[DOI:10.1586/14787210.6.5.685] [PMID] [DOI:10.1586/14787210.6.5.685]
8. Park YJ, Yu JK, Lee S, Oh EJ, Woo GJ. Prevalence and diversity of qnr alleles in AmpC-producing Enterobacter cloacae, enterobacter aerogenes, citrobacter freundii and serratia marcescens: A multicentre study from Korea. J Antimicrob Chemother. 2007; 60(4):868-71. [DOI:10.1093/jac/dkm266] [PMID] [DOI:10.1093/jac/dkm266]
9. Zhang R, Ichijo T, Huang YL, Cai JC, Zhou HW, Yamaguchi N, et al. High prevalence of qnr and aac(6')-Ib-cr genes in both water-borne environmental bacteria and clinical isolates of Citrobacter freundii in China. Microbes Environ. 2012; 27(2):158-63. [DOI:10.1264/jsme2.ME11308] [PMID] [PMCID] [DOI:10.1264/jsme2.ME11308]
10. Leski TA, Taitt CR, Bangura U, Stockelman MG, Ansumana R, Cooper WH 3rd, et al. High prevalence of multidrug resistant Enterobacteriaceae isolated from outpatient urine samples but not the hospital environment in Bo, Sierra Leone. BMC Infect Dis. 2016; 16:167. [DOI:10.1186/s12879-016-1495-1] [PMID] [DOI:10.1186/s12879-016-1495-1]
11. Fauci S, Braunwald E, Kasper DL, Hauser S, Longo D, Jameson J, et al. Harrison's principles of internal medicine. USA: McGraw-Hill; 2008. [Link]
12. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. Wayne: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2017. [Link]
13. Kang HY, Tamang MD, Seol SY, Kim ES. Dissemination of plasmid-mediated qnr, aac(6')-Ib-cr, and qepA Genes among 16S rRNA Methylase producing enterobacteriaceae in Korea. J Bacteriol Virol. 2009; 39(3):173-82. [DOI:10.4167/jbv.2009.39.3.173] [DOI:10.4167/jbv.2009.39.3.173]
14. Robicsek A, Strahilevitz J, Sahm DF, Jacoby GA, Hooper DC. qnr prevalence in ceftazidime-resistant Enterobacteriaceae isolates from the United States. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50(8):2872-4. [DOI:10.1128/AAC.01647-05] [PMID] [PMCID] [DOI:10.1128/AAC.01647-05]
15. Park CH, Robicsek A, Jacoby GA, Sahm D, Hooper DC. Prevalence in the United States of aac(6')-Ib-cr encoding a ciprofloxacin-modifying enzyme. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50(11):3953-5. [DOI:10.1128/AAC.00915-06] [PMID] [DOI:10.1128/AAC.00915-06]
16. Metri BC, Jyothi P. Antibiotic sensivity pattern of citrobacter spp. isolated from patients with urinary tract infections in tertiary care hospital in south india. Int J Pharm Pharm Sci. 2015; 7(1):252-4. [Link]
17. Stewart ZE, Shaker M, Baxter JD. Urinary tract infection caused by citrobacter koseri in a patient with Spina Bifida, an ileal conduit and renal caluli progressing to peri-nephric abscess and empyema. Urol Case Rep. 2017; 11:22-4. [DOI:10.1016/j.eucr.2016.11.013] [PMID] [DOI:10.1016/j.eucr.2016.11.013]
18. Gill MA, Schutze GE. Citrobacter urinary tract infections in children. Pediatr Infect Dis J. 1999; 18(10):889-92.[DOI:10.1097/00006454-199910000-00010] [PMID] [DOI:10.1097/00006454-199910000-00010]
19. Metri BC, Jyothi P, Peerapur BV. Antibiotic resistance in citrobacter spp. isolated from urinary tract infection. Urol Ann. 2013; 5(4):312-3. [DOI:10.4103/0974-7796.120295] [PMID] [DOI:10.4103/0974-7796.120295]
20. Ranjan KP, Ranjan N. Citrobacter: An emerging health care associated urinary pathogen. Urol Ann. 2013; 5(4):313-4. [PMID] [PMCID] [DOI:10.4103/0974-7796.120297]
21. Metri BC, Jyothi P, Peerapur BV. Anti-microbial resistance profile of Citrobacter species in a tertiary care hospital of Southern India. Indian J Med Sci. 2011; 65(10):429-35.[DOI:10.4103/0019-5359.109259] [PMID] [DOI:10.4103/0019-5359.109259]
22. Kim PW, Harris AD, Roghmann MC, Morris JG Jr, Strinivasan A, Perencevich EN. Epidemiological risk factors for isolation of ceftriaxone-resistant versus -susceptible citrobacter freundii in hospitalized patients. Antimicrob Agents Chemother. 2003; 47(9):2882-7. [DOI:10.1128/AAC.47.9.2882-2887.2003] [PMID] [DOI:10.1128/AAC.47.9.2882-2887.2003]
23. Soleimani-Asl Y, Zibaei M, Firoozeh F. [Detection of qnrA gene among quinolone-resistant Escherichia coli isolated from urinary tract infections in Khorram Abad during 2011-2012 (Persian)]. Feyz. 2013; 17(5):488-94. [Link]
24. Yang H, Chen H, Yang Q, Chen M, Wang H. High prevalence of plasmid-mediated quinolone resistance genes qnr and aac(6')-Ib-cr in clinical isolates of Enterobacteriaceae from nine teaching hospitals in China. Antimicrob Agents Chemother. 2008; 52(12):4268-73. [DOI:10.1128/AAC.00830-08] [PMID] [DOI:10.1128/AAC.00830-08]
25. Halová D, Papousek I, Jamborova I, Masarikova M, Cizek A, Janecko N, et al. Plasmid-mediated quinolone resistance genes in Enterobacteriaceae from American crows: High prevalence of bacteria with variable qnrB genes. Antimicrob Agents Chemother. 2014; 58(2):1257-8. [DOI:10.1128/AAC.01849-13] [PMID] [DOI:10.1128/AAC.01849-13]
26. Bouchakour M, Zerouali K, Gros Claude JD, Amarouch H, El Mdaghri N, Courvalin P, et al. Plasmid-mediated quinolone resistance in expanded spectrum beta lactamase producing enterobacteriaceae in Morocco. J Infect Dev Ctries. 2010; 4(12):779-803. [DOI:10.3855/jidc.796] [PMID] [DOI:10.3855/jidc.796]
27. Shao Y, Xiong Z, Li X, Hu L, Shen J, Li T, et al. Prevalence of plasmid-mediated quinolone resistance determinants in Citrobacter freundii isolates from Anhui province, PR China. J Med Microbiol. 2011; 60(Pt 12):1801-5. [DOI:10.1099/jmm.0.034082-0] [PMID] [DOI:10.1099/jmm.0.034082-0]
28. Cruz GR, Radice M, Sennati S, Pallecchi L, Rossolini GM, Gutkind G, et al. Prevalence of plasmid-mediated quinolone resistance determinants among oxyiminocephalosporin-resistant Enterobacteriaceae in Argentina. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2013; 108(7):924-7. [DOI:10.1590/0074-0276130084] [PMID] [DOI:10.1590/0074-0276130084]
29. Robicsek A, Jacoby GA, Hooper DC. The worldwide emergence of plasmid-mediated quinolone resistance. Lancet Infect Dis. 2006; 6(10):629-40. [DOI:10.1016/S1473-3099(06)70599-0] [PMID] [DOI:10.1016/S1473-3099(06)70599-0]
30. Karah N, Poirel L, Bengtsson S, Sundqvist M, Kahlmeter G, Nordmann P, et al. Plasmid-mediated quinolone resistance determinants qnr and aac(6')-ib-cr in escherichia coli and Klebsiella spp. from Norway and Sweden. Diagn Microbiol Infect Dis. 2010; 66(4):425-31. [DOI:10.1016/j.diagmicrobio.2009.12.004] [PMID] [DOI:10.1016/j.diagmicrobio.2009.12.004]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
حق تالیف (کپی رایت) برای مولفان محفوظ است.
صاحب امتیاز: دانشگاه علوم پزشکی قم
ناشر: انتشارات دانشگاه علوم پزشکی قم
شاپا چاپی: 7799-1375
شاپا الکترونیک: 1375-2008
ایمیل مجله: journal@muq.ac.ir
j.muq.ac@gmail.com
